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影響轉化細胞存活與否及狀態的因素
閱讀：200 發布時間：2018-1-18剛開始學習轉化細胞培養的朋友們，在傳代時總會遇到一些問題，例如：加胰酶1ml，與細胞充分接觸后棄去胰酶，放入37℃孵育2min，顯微鏡下觀察，總是周邊細胞先開始變圓、脫落，中間細胞總是消化較慢，后加培養液終止消化，吹打很多次鏡下看還是有不少細胞團，是消化不夠嗎？
可以這樣說，對于需要消化傳代的細胞，每一次的消化都是對這個細胞存活與否，狀態好與不好zui至關重要的考驗。
很多同學都遇到過這個問題，自己養的細胞開始的幾代長的還挺好的，可是穿過幾代之后就發現自己的細胞不行了，狀態越來越差勁了。對于這個問題，可以非常肯定地說，你的消化環節出問題了。你每一次的消化都讓細胞受到較大損傷了。所以，越長越差。
在消化的過程中，你加入胰酶后，所有細胞都在被胰酶消化著，但是我們忽視了一個問題就是，細胞的生長狀態是不一樣的，每一個細胞的貼壁情況也是不一樣的，有的貼壁牢固，有的貼壁沒有那么牢固的，所以，讓所有的細胞消化同樣的時間對細胞是不公平的，他們受到了差別待遇當然會有脾氣啊。。。呵呵。我后來對消化的方法進行了改良。爭取做到因材施教呵呵。我稱之為“四步消化法”。（以難消化細胞為例）
具體操作：
1）.首先不加胰酶，倒掉舊培養基加入少量新培養基洗1-2遍，（這是前奏，即為*步，目的是將漂浮著的死細胞之類盡量洗掉。
2）.然后再加入少量新培養基直接吹打一遍，這一遍是把貼壁不牢固的細胞吹打下來。再用培養基洗一遍，兩次所得懸液混合傳入新瓶。即為第二步（你可以將這些傳入新瓶培養，以與后面胰酶消化過的細胞對比觀察看誰長的更好一點就知道該細胞對胰酶的敏感度了。）
3）.吸干凈瓶內剩余液體，加入0.3ml左右的胰酶潤洗一遍，吸掉棄之，再加入1ml左右的胰酶消化。消化的同時置于顯微鏡下觀察，待細胞與細胞之間間隙明顯的時候立即吸掉胰酶與干凈子彈頭里備用，加入新培養基開始吹打，吹打2-3遍后吸取懸液于試管或新瓶暫存。用2ml左右新培養基洗一遍與前面的混合。（你也可以傳入新瓶培養，以與后面及前面的做對比。）這是第三步。
4）.然后把前面剛吸出來的胰酶重新加進去瓶里繼續消化剩余的貼壁牢固的細胞。當然你也可以用新的胰酶，如果你們那比較富裕的話，呵呵。繼續鏡下觀察，待剩余細胞間隙明顯，細胞獨立開來的時候，吸掉胰酶，加入新培養基吹打。懸液傳入新瓶培養（實際情況你自己把握）。這是第四步。
其實還可以有第五步，對于特別難消化的轉化細胞和對胰酶特別敏感的細胞的話，你可以繼續加第五步甚至第六步。為了細胞更好的狀態，更漂亮的樣子，沒辦法，你必須分多批多次消化，這樣才能zui大限度地將胰酶對細胞的損傷降到zui低，保證細胞的狀態能夠*。
黃豆苷元 含量測定 100mg 100347-200702
7－甲氧基－4’－羥基異黃酮 有關物質 20mg 100348-200301
二甲磺酸阿米三嗪 含量測定 100mg 100349-200501
蘿巴新 含量測定 100mg 100350-200501
卡莫氟 含量測定 50mg 100352-200301
奧沙普秦 含量測定 50mg 100353-200301
煙酸占替諾 含量測定 100mg 100356-201002
鹽酸帕羅西汀 HPLC法含量測定 100mg 100357-200301
卡巴膽堿 UV法含量測定 30mg 100361-200301
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